mikrobio

Sok dolog előkerült már a gombákkal kapcsolatban hónapról hónapra, de így az utolsó hivatalos bejegyzés előtt visszanézve még rengeteg mindenről lehetne írni.

Ilyen például a gombák országának elhelyezése az élővilágban. A Whittaker-féle osztályozással (1. Ábra) valószínű már mindenki találkozott.

1. Ábra. Az élőlények Whittaker-féle rendszere. Forrás: http://quizlet.com/11674553/marjorries-notes-bio-chapter-1-flash-cards/

Ezen belül gombák országának legfontosabb törzsei:

-Rajzóspórás gombák („vízigombák”; Chytridiomycota). Vízhez kötött életmód miatt nevezik így, a többi törzsre már sem a vegetatív, sem a szexuális reprodukció nem kapcsolódik szorosan vízi környezethez. Ivartalan szaporodásnál zoosspórák, ivarosnál egyostoros planogaméták jellemzőek (2. A Ábra).

-Járomspórás gombák (Zygomycota). Ivaros szaporodásnál zigospóra képzés jellemző, míg ivartalan szaporodás során sporangiospórák képződnek. Legismertebb képviselői a fejespenészek (2. B. Ábra).

-Tömlősgombák (Ascomycota). Az összes ismert gomba 30%-a ide tartozik. Aszkuszt és aszkospórákat képeznek ivaros szaporodás során, ivartalannál konídiumot. Ok jól ismert növény és humán patogén faj mellett (pl. Aspergillus nemzetség tagjai, 2. C. Ábra), a Bipolaris nemzetség is ebbe a csoportba tartozik.

-Bazídiumos gombák (Basidiomycota). A legfejlettebb csoport. Ivaros szaporodás során a bazídiumon bazídiospórák képződnek (2. D. Ábra).

2. Ábra. A legfontosabb törzsek egy-egy képviselője az alábbiak szerint: A - Chytridiomycota (http://en.wikipedia.org/wiki/Chytridiomycota); B- Zygomycota (http://www.nahuby.sk/images/fotosutaz/2008/12/28/Mucor-sp-/ivan_kadlecik_141360.jpg); C - Ascomycota (http://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/4/4f/Aspergillus.jpg); D - Basidiomycota (http://2.bp.blogspot.com/-RHV6GmY1bss/UlCdbpBMepI/AAAAAAAAD0Q/k6XuB6op1Vs/s1600/mushroom+basidia.jpg)

.

Most, hogy ez is a helyére került zárszóként egy kis összefoglalót tartanék az elmúlt évről.

Az opportunista patogén Bipolaris fajokra irányuló kutatásom során a „Bemutatkozik a mikrobio.blog” című bejegyzésben foglaltam össze a kutatás céljait részletesen. Ha rendszeresen követtétek a blogot, láthattátok ennek folyamatos megvalósulását is, aminek nagyon örültem. Emellett, hogy a kutatásunk szélesebb szakmai körökben is ismert és hasznosítható legyen, több publikáció és konferencia szereplés is történt időközben, ezekből a teljesség igénye nélkül felsorolnék néhányat. Egy publikáció már megjelent, illetve egy jelenleg bírálat alatt áll egy külföldi referált folyóiratban. Hazai konferenciákon és szemináriumokon, illetve négy külföldi szakmai konferencián is részt vehettem eredményeimmel. Emellett négy hallgatóval ismertettem meg a kutatás során használt különböző vizsgálati módszereket. Mindezek mellett egy oktatási segédanyag is elkészült a témában és természetesen a blog frissítésein keresztül bárki belepillanthatott a kutatás aktuális szakaszába. Mint láthatjátok elég tartalmasan telt az elmúlt évem, remélem nektek is hasonlóan sikeres volt J

Hivatalosan ugyan ez volt az utolsó bejegyzés, de annyi érdekesség jutott még eszembe, hogy valószínűleg a blog folytatódni fog.

Extracelluláris enzimek

A mikroszkopikus gombák táplálkozásában fontos szerepet töltenek be az extracelluláris enzimek, melyeket a sejten kívüli térbe választanak ki. Az extracelluláris enzimek segítségével a bonyolultabb szerkezetű vegyületeket könnyen felvehető, egyszerű vegyületekké alakítják.

Patogén és opportunista patogén mikroorganizmusok esetén az extracelluláris enzimek úgynevezett virulencia faktor (olyan anyagok, melyek segítik a mikroorganizmus fennmaradását és terjedését a gazda szervezetében) szerepet is betölthetnek.

A Bipolaris nemzetség esetében folynak már kutatások az extracelluláris enzimek területén, de csak a növénypatogén fajok körében, közülük is kimondottan a nagyon virulensekre koncentrálnak. Az opportunista patogén Bipolaris fajok extracelluláris enzim termeléséről eddig nem sokat tudtunk. Egyrészt ezért, másrészt esetleges virulencia faktorok keresése miatt vágtunk bele az enzimek tesztelésébe. Közülük a lipáz, foszfolipáz, proteáz, elasztáz és keratináz aktivitás vizsgálatát tűztük ki célul, mivel szaruhártyagyulladásból izolált törzsekről van szó.

A tesztelés az adott enzim szubsztrátjával kiegészített speciális táptalajokon történik (1. Ábra), melyeken az enzimaktivitás függvényében kicsapódás vagy feltisztulási zóna jelenik meg. Megfelelő időközönként mérjük a telep átmérőjét, illetve az adott telep és zóna együttes átmérőjét és az adatok ismeretében felvesszük az izolátumok extracelluláris enzim spektrumát.

 1. Ábra. Bipolaris izolátumok enzim aktivitásának vizsgálata. Az SZMC 13086 törzs telepmorfológiája (A) és foszfolipáz aktivitás során képződő kicspódási zónája (B). Az SZMC 13055 izolátum telepmorfológiája (C) és elasztáz aktivitás során képződő elasztin degradációs zónája (D).

A vizsgálatokba minél több növényi és humán fertőzésből izolált törzset vonunk be, melyben ha különbség mutatkozik egy enzim termelésére vonatkozóan növény és humánpatogén izolátumokban, további vizsgálatokkal akár az adott enzim virulencia faktor szerepe is bizonyítható lenne. Jelenleg már vannak érdekes előzetes eredményeink, de a kísérletek jelenleg is folynak.

A fonalasgombák növekedését egy egyszerű lineáris összefüggéssel le lehet írni. Egységnyi idő alatt egységnyi a telep átmérőjének növekedése. Ez a micéliális sejtek polarizált növekedéséből fakad. És miért is érdekes ez számunkra? Fontos, hogy a gombát optimális körülmények között tenyésszük, de ehhez tudnunk kell mi is ez az optimális körülmény.

A legalapvetőbb a megfelelő tápanyagok biztosítása, erről már volt szó a „Mi is történik valójában a laborban?” c. bejegyzésben. Azonban a gombák élete sem ennyire egyszerű, hiszen sokféle környezeti hatás éri a tenyésztés során. Ezek a környezeti, vagy ökológiai faktorok lehetnek abiotikusak (fizikai, kémiai), illetve biotikusak (más élőlényektől függő). A mikroba növekedését az ökológiai faktor mennyiségének függvényében ábrázolva optimális esetben egy szimmetrikus görbét kapunk, ez látható az ábrán. Hasonló görbékkel jellemezhetők az egyes mikroorganizmusok a különböző környezeti faktorokkal szembeni érzékenységüket, tűrésüket nézve (a görbe sokszor valamely irányban eltolt).

A legalapvetőbb abiotikus, ezen belül is fizikai faktorok a tápközeg pH, ami a tápközeg savasságát/ lúgosságát jelenti, illetve a tenyésztési hőmérséklet.

A pH szempontjából három alapvető csoportját különböztetjük meg a mikroorganizmusoknak:

acidofil                optimum < 6                     gombák, tejsavbaktériumok

neutrofil              6 < optimum < 8                a baktériumok zöme

alkalofil               optimum > 8                     néhány talajbaktérium

Bár vannak tágabb tűrésű csoportok (acidotoleráns, alkalotoleráns), a pH tűrési tartomány viszonylag szűk +/– 1-2 pH egység az optimum körül. Mindez grafikusan ábrázolva.(forrás:http://textbookofbacteriology.net/themicrobialworld/nutgro.html)

A hőmérséklet tűrés szempontjából négy alapvető csoportot lehet megkülönböztetni:

pszikrofil                            optimum < 20°C

mezofil                               20°C < optimum < 40°C

termofil                              40°C < optimum

extrém termofil                   60°C < optimum

Ezeken túl természetesen a tűrési tartománytól és az optimumtól függően még elkülöníthetők obligát pszikrofilek, fakultatív pszikrofilek, fakultatív termofilek és obligát termofilek is. A nagyobb csoportok ábrázolása a következő grafikonon látható.

(forrás:http://textbookofbacteriology.net/themicrobialworld/nutgro.html)

További fontos tényezők a tenyésztés szempontjából a mikroorganizmusok oxigén igénye, nedvességtartalom, ozmózisnyomás, hidrosztatikus nyomás, sugárzások és a környezetben lévő nehézfémek, melyek mind befolyásolják a mikroorganizmusok növekedését.

Egyszerű tesztekkel lehet vizsgálni az említett faktorok hatását. A hőmérséklet igény megállapításához a komplett táptalajra oltott mikroorganizmust különböző hőmérsékleteken tenyésztik (pl. 4°C, 10°C, 15°C, 20°C, …), majd megfelelő idő elteltével meghatározzák a telepek átmérőjét. A legnagyobb átmérő jelzi a legoptimálisabb növekedési hőmérsékletet. Egy három pontban leoltott, jól növekvő Aspergillus terreus tenyészet képe látható az alábbi képen.(forrás:http://www.mycology.adelaide.edu.au/Fungal_Descriptions/Hyphomycetes_(hyaline)/Aspergillus/terreus.html)

. Kevésbé optimális közegben, kisebb átmérőjű telep képződik. Ugyanezzel a gyakorlattal meg lehet határozni más környezeti faktorok hatását is (pl. különböző pH-jú közegekre oltott telepek átmérőjének mérése).

Az izolátumok antimikrobiális szerekkel szembeni érzékenységének meghatározására többféle módszer is létezik. A hagyományos módszer szerint komplett táptalajra masszívan oltjuk a megfelelő sűrűségű konídium szuszpenziót, majd dugófúróval lyukakat fúrunk a táptalajba, ahová a vizsgálni kívánt anyag megfelelő koncentrációjú oldatait pipettázzuk és mérjük, hogy egy, két és három nap elteltével mekkora gátlási zóna alakul ki a hatóanyag helye körül (hivatalos nevén agar diffúziós teszt). A különböző szerek gátlási zónáinak mérete alapján lehet következtetni, hogy melyik szerrel szemben érzékenyebb illetve kevésbé érzékeny a vizsgált mikroorganizmus. Mutatok egy példát is, hogy könnyebb legyen elképzelni.

Ennél a módszernél már létezik egy kisebb térfogatban, egyszerre több izolátummal és hatóanyaggal, így gazdaságosabban kivitelezhető, illetve könnyebben mérhető, kvantifikálható módszer, melyre nemzetközi szabványok készültek (emiatt publikációkban is elfogadottabb előző társánál). A mikrodilúciós módszer lényege, hogy egy 96 lyukú mikroplate-en végezzük az egész tesztet. Hatóanyagonként adott térfogatra meghatározott koncentrációkat kell hígítani, ugyanígy meghatározott mennyiségű konídiumot tartalmazó szuszpenziót kell készíteni, melyeket speciális tápközegben, kis térfogatban (200-250 µl), egy közös well-be (lyuk) kell felvinni a mikroplate-re, majd spektrofotometriásan, illetve szabad szemmel leolvasva pontosan meghatározhatók az egyes hatóanyagok gátlási koncentrációi 24, 48 és 72 óra után. A módszer további előnye, hogy hatóanyag kombinációk in vitro hatásának vizsgálatára is kiválóan alkalmas, melyből megállapítható, hogy a két hatóanyagot együttesen alkalmazva fellép-e köztük kölcsönhatás és ha igen az milyen jellegű. Ide is beszúrom a kísérleti rendszerben alkalmazott eszközöket, hogy könnyebb legyen elképzelni, hogyan is kivitelezem (balra a mikroplate, jobbra egy sokcsatornás pipetta látható, ami jelentősen felgyorsítja a plate-ek összemérését).

Mikrodilúciós módszerrel kezdtük meg a manapság leggyakrabban alkalmazott gomba-ellenes hatóanyagok gátlási koncentrációinak meghatározását a rendelkezésünkre álló Bipolaris izolátumokkal szemben. Az eredményekre majd később térek ki.

Sok szó esett már a szemfertőzésekről, az azt okozó fajokról és jellemzőikről, így ideje bemutatni a terápiás lehetőségeket is. A leggyakoribb klinikai terápiás szereket szeretném bemutatni a jelenlegi bejegyzésben, majd a következőben a már hozzánk került izolátumok antimikrobiális szerekkel szembeni érzékenységének laboratórium vizsgálatáról ejtenék pár szót.

A pigmentált gombák által okozott fertőzések kezelésére elsősorban a polién makrolid antibiotikumokat használják. Ezek a számos kettős kötést tartalmazó molekulák a gomba sejtmembránján fejtik ki hatásukat, ahol az ergoszterolhoz kötve roncsolják a membrán ozmotikus integritását pórust nyitva a külső környezet felé. Közülük az amphotericin B (AMB) máig a legszélesebb körben alkalmazott, leghatásosabb antifungális szer pigmentált gombák által okozott mikózis, aszpergillózis és zigomikózis kezelésében, annak ellenére, hogy a humán szervezetre kifejtett mellékhatásai közt szerepel az elektrolit egyensúly felborítása, anémiás és vesetoxikus hatás. A mellékhatások kivédése érdekében ma már liposzómás és lipid komplex formában alkalmazzák a hatóanyagot.

Szisztémás gombafertőzések kezelésére azol vegyületeket is használják. Hatásukat citokróm P450 függőC14-α demetiláz enzim gátlásán keresztül fejtik ki, melynek hatására C14-metilált szterolok halmozódnak fel a gomba sejtmembránjában az ergoszterol helyett, így amellett hogy nem megfelelő membránszerkezet fog kialakulni, a membránkötött enzimek aktivitása is módosul. Alacsonyabb toxicitása miatt napjainkban is a hosszantartó antifungális terápia fontos hatóanyagai. A legismertebb azolok közt említést érdemel az itrakonazol, klotrimazole, mikonazol, vorikonazol és ketokonazol, ez utóbbival valószínű már sokunk találkozott, hisz az egyik leggyakoribb korpásodás elleni sampon hatóanyaga.

Az előbbiekből is látszik, hogy a gombafertőzések kezelésében a legfontosabb hatóanyagok elsődleges támadáspontja a gomba sejtmembránja. Esetükben is egy foszfolipid kettős rétegről van szó, mely középen hidrofób, a felületén pedig hidrofil jellegű. Alkotóelmei közt vannak glikoproteinek, glikolipidek és szterolok, melyek ideális célpontok a sejtek elpusztításához.

A cím kicsit tükrözi talán, hogy az izolátumok szénforrás tesztelése nem egyszerű feladat. Manapság vannak már előre gyártott tesztek, melyek segítségével nagyon egyszerűen lehet jellemezni és azonosítani egyes baktérium és élesztő gomba fajokat. Maga a gyors teszt - gyártótól függően -meghatározott számú szénhidrát metabolizmusának vizsgálatára alkalmas reakciókat tartalmaz, melyekben a hasznosítást, vagyis egy specifikus enzimaktivitást jellemzően színreakció jelöl (1. ábra).

Az ábrán egy szénforrás hasznosításra használt gyorsteszt látható, melyen a CBS 103.97 törzsgyűjteményi számú B. hawaiiensis izolátum szénhidrát hasznosítási profilját vizsgáltuk. Minden zsebben más-más szénhidrátra specifikus reakció van, a pozitív eredményt színváltozás jelöli (24., 25. zseb).

Mivel mi több (mintegy 70) és változatosabb anyagok hasznosítását kívánjuk tesztelni, ezért a hagyományos módszert alkalmazzuk. Ez esetben készítünk egy alap táptalajt (minimál, mely szénforráson kívül tartalmaz minden a növekedéshez nélkülözhetetlen tápanyagot), melyet egy-egy vizsgálni kívánt anyaggal egészítettünk ki. Így specifikusan az adott anyag hasznosítását tudtuk vizsgálni (egyszerű, összetett szénhidrátok, aminosavak, különböző szerves savak). Negatív kontrollként minden izolátumnál leoltunk egy szénforrás-mentes csészét, pozitív kontrollként pedig egy glükózzal kiegészített csészét.  Végül ezekhez viszonyítva értékeljük ki néhány nap elteltével a tesztünket, hogy képes-e hasznosítani a szénforrásként alkalmazott anyagot, vagyis növekszik-e a tesztelt izolátum, vagy sem, illetve sokszor nagyon változatos szín és telepmorfológiát azonosítottunk (2. ábra).

A 2. ábrán látható, hogy a különböző Bipolaris izolátumok, milyen változatos telepmorfológiát hoznak létre a szénforrástól függően. Amennyiben nem képes hasznosítani egy anyagot, akkor a negatív kontrollhoz hasonlóan nem tapasztalható telep képzése (nincs az ábrán).

Így az új év kezdetén sokan számot vetnek az elmúlt év eseményeivel. Gondoltam én is kapcsolódom hozzájuk. Valójában az ösztöndíj program is elért a feléhez, úgyhogy időszerű is.

A blogban folyamatosan próbáltam megismertetni azokat a technikákat, amit éppen használunk a kutatási folyamatokban, így nagyjából nyomon tudtátok követni, hogy hol is jár a kutatás.

A rendelkezésünkre álló törzsek fenntartásához optimalizáltuk a körülményeket. Meghatároztuk a törzsek számára legideálisabb táptalajt és tenyésztési hőmérsékletet, melyen megfelelő a növekedés és konídium képzés. Emellett mikroszkópos technikával vizsgáltuk és rögzítettük a fajazonosításra alkalmas morfológiai karaktereket. Továbbá, mivel morfológiai alapon nehéz elkülöníteni az opportunista patogén Bipolaris törzseket, megkezdtük a már korábban említett molekuláris markerek felszaporítását PCR segítségével, majd szekvenálás után a különböző szakaszok elemzését, összehasonlítását. Most érkeztünk el a munka egy következő fázisába, amikor az izolátumok szénforrását fogjuk vizsgálni, erről bővebben a következő bejegyzésben lesz szó.

Az eredményeket sikerült több konferencián (hazai és külföldi egyaránt) is bemutatni (eddig 1 referált folyóiratban megjelent közlemény és 3 konferencia összefoglaló született az anyagból).

Igyekszem mindent megtenni, hogy a következő évértékelés is hasonlóan jó legyen, nektek is sikeres évet kívánok!

A mikrobiológiában szinte mindennaposan alkalmazzuk a mikroszkópokat elsősorban annak is legelterjedtebb fajtáit, a fénymikroszkópokat. A mikroszkópoknak két nagy családja van az optikai és pásztázó mikroszkópok. Az optikai esetében a vizsgált felületről visszaverődő vagy azon áthaladó sugarakat egy optikai rendszer alakítja át, míg a pásztázó esetén gyakorlatilag valamilyen sugarakkal letapogatják a vizsgálandó felszínt, melyet bonyolult jelfogó és erősítő módszerekkel aztán láthatóvá tesznek.

Az optikai mikroszkópok esetén elektromágneses (pl. látható fény) vagy elektron sugarakat alkalmaznak, illetve egy vagy több lencsét tartalmazó bonyolult rendszereket is felhasználnak a minél tökéletesebb kép megalkotása érdekében. Ezeket kombinálva és a fény különböző fizikai tulajdonságait kihasználva számos mikroszkóp fajtával találkozhatunk például a binokuláris-, fáziskontraszt-, polarizációs-, konfokális-, lumineszcencia- és sztereomikroszkóp, illetve transzmissziós és pásztázó elektronmikroszkópok.

A pásztázószondás mikroszkópoknak is számos fajta létezik közülük talán a legismertebbek az atomerő és alagútelektron-mikroszkópok.

Az egyszerű fénymikroszkóp felépítése:

Az objektív optikai jellemzői:

Ezek közül talán a numerikus apertúra kíván némi magyarázatot. Ez az optikai lencse fénygyűjtő képességének mérőszáma, mely függ a beérkező fény félkúpszögétől és az áthaladó közeg törésmutatójától. Maga a numerikus apertúra pedig meghatározza a felbontóképességet.

A gyakorlatban az első lépés a tárgylemez tisztítása zsírtalanítása. Ezt követően a vizsgálandó mintát fel kell vinni és rögzíteni kell a tárgylemezre (pl. hővel). Ezután már festhetjük a mintát, hogy a különböző vizsgálandó részek jobban láthatóvá váljanak (pl. egyszerű, összetett, fluoreszcens festékek), majd a fedőlemez ráhelyezését követően a megfelelően előkészített preparátum már vizsgálható is a mikroszkóppal.

A különböző gombák pontos azonosítása nemcsak gyógyászati, hanem gazdasági szempontból is nagyon jelentős (pl. növényi kórokozók elleni megfelelő védekezés). A molekuláris módszerek nemcsak akkor segítenek, ha az egyes fajok klasszikus módszerrel (alaktani meghatározás, szelektív tápközeg) nehezen különíthetők el, hanem gyorsabb és specifikusabb eredményeket kaphatunk az előzőekhez képest. Néhány szóban bemutatnám a polimeráz láncreakciót (PCR), mely ma a legelterjedtebb módszer a fajok azonosításában. A PCR lényege, hogy egy fajspecifikus DNS szakaszt a megfelelő körülmények és indítószekvenciák segítségével nagy mennyiségben fel lehet szaporítani.

Ehhez először is szükség van a DNS kivonatra, mely a gomba szétroncsolásával, a sejtfal bontását követően a különböző fehérje természetű anyagok eltávolítása után már rendelkezésre is áll. Ezt követően ki kell választani, hogy a DNS mely szakaszát szeretnénk vizsgálni (ehhez a szakirodalom alapos áttanulmányozása nyújt segítséget). Gombák esetén általánosan használják a sejtmagi riboszomális géneket elválasztó átíródó régiót (ITS). Ez a 18 S és 5,8 S riboszomális gének között található ITS1 és az 5,8 S és 28 S riboszomális gének között található ITS2 szakaszokat foglalja magába. Az egész régiót szokás vizsgálni, melyben található nagyon variábilis rész (ITS1 és ITS2), illetve konzervált rész is (5,8 S és a 18 S és 28 S riboszomális szakaszok részletei). A képen a leggyakrabban használt primerek is fel vannak tüntetve (forrás: http://biology.duke.edu/fungi/mycolab/primers.htm).

A PCR reakció során a DNS kettős szálat először magas hőmérsékleten szét kell választani (94°C), majd az indítószekvenciáknak (primer) megfelelő hőmérsékleten azok hozzákapcsolódnak a DNS megfelelő szakaszához  és a DNS-polimeráz enzim segítségével, szintén az annak kedvező hőmérsékleten (72 °C) a megtörténik a lánchosszabbítás. Ez az eredeti láncot mintaként használva a primerek által kijelölt helytől kezdve zajlik. Ezek a lépések aztán majd újra meg újra megismétlődnek, melyben minden újonnan szintetizált DNS szakasz a következő reakció templátja is, tehát exponenciálisan nő a termékek száma.

Miután lezajlott a reakció a PCR termék gélelektroforézis segítségével mérete alapján azonosítható. Gélelektroforézis során egy porózus gélben (agaróz) a DNS molekulák töltésüknek köszönhetően vándorolnak az elektródák között, a kisebbek gyorsabban, míg a nagyobbak lassabban. Így végül méretük szerint elválnak, az eredmény pedig különböző eljárásokkal láthatóvá tehető. A képen a felszaporított ITS régió gélelektroforézise látszik. A marker oszlopban ismert minden sáv mérete, ez alapján tudunk következtetni a saját mintánkéra is. A kapott termék persze ezt követően még tovább vizsgálható szekvenciájának meghatározásával, de erről majd máskor.

A mikroszkópikus gombákat hagyományosan az ivartalan és ivaros folyamatok során létrejövő szaporítóképletek alakja alapján különítik el. Manapság a molekuláris módszerek általános elterjedésével jellemző, hogy a morfológiai azonosítás mellett molekuláris módszereket is bevetnek pontos fajazonosítás érdekében. Sok esetben a megjelenésre nagyon hasonló fajok esetén a morfológiai vizsgálatok önmagukban nem is elégségesek a pontos meghatározáshoz, ilyen esetekben a molekuláris módszerek használata elengedhetetlen.

A Bipolaris nemzetség az Ascomycoták (tömlősgombák) csoportjához tartozik és az ivaros szaporodásra képes Cochliobolus nemzetség ivartalan alakjait foglalja magába. Arról már volt szó, hogy az Ascomycoták ivaros szaporítóképletei az aszkuszokban elhelyezkedő aszkospórák, melyek a Cochliobolusok esetében fonalszerűek, nagyméretűek és egymás körül felcsavarodott állapotban találhatók az aszkuszban (1. ábra).  

A tömlősgombák ivartalan szaporítóképleteit konídiumnak nevezik, melyek jellemzően megnyúlt enyhén hajlott vagy egyenes, henger vagy kenu alakúak a Bipolaris nemzetség tagjainál.

A Bipolaris fajok azonosítása során a konídiumok (2. ábra) alakját, hosszát, szélességét illetve a konídiumban levő harántfalak számát tekintik elsődleges határozóbélyegnek. Azonban a morfológiai módszerek kevésnek bizonyultak az általam vizsgált B. australiensis, B. hawaiiensis és B. spicifera fajok elkülönítésében. Még a Bipolaris fajok azonosításában nagyon járatos szakembernek is nehéz az elkülönítésük a morfológiai jellegek hasonlósága miatt. Hogy mit lehet tenni ilyen esetben a következő bejegyzésből fény derül rá.